Preview

Бюллетень сибирской медицины

Расширенный поиск

Моноциты при злокачественных новообразованиях: перспективы и точки приложения для диагностики и терапии

https://doi.org/10.20538/1682-0363-2019-1-60-75

Полный текст:

Аннотация

В процесс взаимодействия злокачественного новообразования и иммунной системы вовлечены эффекторы как адаптивного, так и врожденного звена иммунитета. Моноциты являются участниками неспецифической иммунной реакции и опосредуют свою основную функцию через пополнение пула опухолеассоциированных макрофагов, дендритных клеток и супрессорных клеток миелоидного происхождения, которые регулируют взаимоотношения инфильтрирующих опухоль-иммунокомпетентных клеток с опухолевыми клетками и с другими компонентами микроокружения, а также пролиферацию опухолевых клеток, ангиогенез, процессы диссеминации. Моноциты, будучи непосредственными участниками персистирующего воспаления, вовлекаются в реализацию его модулирующего воздействия на процесс развития опухоли. Изучение молекулярных механизмов рекрутирования и дифференцировки моноцитов при злокачественных новообразованиях представляется перспективным направлением как с диагностической целью, так и в плане поиска таргетных молекул для управления макрофагами и дендритными клетками опухолевого микроокружения. В обзоре дана характеристика моноцитов периферической крови с учетом гетерогенности их популяции. Описаны значимые при онкологических заболеваниях Tie2+ и поляризованные по фенотипу макрофагов моноциты CD163+ и CD204+, а также ассоциированные с раком макрофагоподобные клетки (circulation cancer associated macrophage-like cells, CAMLs). Показано вовлечение субпопуляций моноцитов в патогенез онкологических заболеваний разных локализаций на этапах формирования предшественников моноцитов в костном мозге, циркуляции в периферической крови и дифференцировки в ткани опухоли.

Об авторах

М. Р. Патышева
Томский национальный исследовательский медицинский центр (НИМЦ) Российской академии наук (РАН)
Россия

Патышева Марина Ринатовна, врач-лаборант, лаборатория молекулярной онкологии и иммунологии, НИИ онкологии

Научно-исследовательский институт (НИИ) онкологии

634009, г. Томск, пер. Кооперативный, 5



М. Н. Стахеева
Томский национальный исследовательский медицинский центр (НИМЦ) Российской академии наук (РАН); Национальный исследовательский Томский государственный университет (НИ ТГУ); Национальный исследовательский Томский политехнический университет (НИ ТПУ)
Россия

Стахеева Марина Николаевна, доктор медицинских наук, ведущий научный сотрудник, лаборатория молекулярной онкологии и иммунологии, НИИ онкологии, Томский НИМЦ; старший научный сотрудник, лаборатория трансляционной клеточной и молекулярной биомедицины, НИ ТГУ; старший научный сотрудник, НИ ТПУ

634009, г. Томск, пер. Кооперативный, 5, 

634050, г. Томск, пр. Ленина, 36, 

634009, г. Томск, пр. Ленина, 30



И. В. Ларионова
Томский национальный исследовательский медицинский центр (НИМЦ) Российской академии наук (РАН); Национальный исследовательский Томский государственный университет (НИ ТГУ)
Россия

Ларионова Ирина Валерьевна, младший научный сотрудник, лаборатория трансляционной клеточной и молекулярной биомедицины, НИ ТГУ; аспирант, Томский НИМЦ Научно-исследовательский институт (НИИ) онкологии

634009, г. Томск, пер. Кооперативный, 5, 

634050, г. Томск, пр. Ленина, 36



Н. А. Тарабановская
Томский национальный исследовательский медицинский центр (НИМЦ) Российской академии наук (РАН)
Россия

Тарабановская Наталья Анатольевна, кандидат медицинских наук, научный сотрудник, отделение общей онкологии, НИИ онкологии

Научно-исследовательский институт (НИИ) онкологии

634009, г. Томск, пер. Кооперативный, 5



Е. С. Григорьева
Томский национальный исследовательский медицинский центр (НИМЦ) Российской академии наук (РАН); Национальный исследовательский Томский государственный университет (НИ ТГУ)
Россия

Григорьева Евгения Сергеевна, кандидат медицинских наук, мл. научный сотрудник, лаборатория молекулярной онкологии и иммунологии, НИИ онкологии, Томский НИМЦ; старший научный сотрудник, лаборатория трансляционной клеточной и молекулярной биомедицины, НИ ТГУ

634009, г. Томск, пер. Кооперативный, 5, 

634050, г. Томск, пр. Ленина, 36



Е. М. Слонимская
Томский национальный исследовательский медицинский центр (НИМЦ) Российской академии наук (РАН); Сибирский государственный медицинский университет (СибГМУ)
Россия

Слонимская Елена Михайловна, доктор медицинских наук, профессор кафедра общей онкологии, СибГМУ; заведующая отделением общей онкологии, НИИ онкологии, Томский НИМЦ

634009, г. Томск, пер. Кооперативный, 5, 

634050, г. Томск, Московский тракт, 2



Ю. Г. Кжышковска
Национальный исследовательский Томский государственный университет (НИ ТГУ); Университет Гейдельберга
Россия

Кжышковска Юлия Георгиевна, доктор биологических наук, профессор, заведующий лабораторией трансляционной клеточной и молекулярной биомедицины, НИ ТГУ; заведующий отделом врожденного иммунитета и толерантности, Институт трансфузионной медицины и иммунологии, Университет Гейдельберга

634050, г. Томск, пр. Ленина, 36, 

68167, г. Маннхайм, Theodor-Kutzer-Ufer, 1-3



Н. В. Чердынцева
Томский национальный исследовательский медицинский центр (НИМЦ) Российской академии наук (РАН); Национальный исследовательский Томский государственный университет (НИ ТГУ)
Россия

Чердынцева Надежда Викторовна, доктор биологических наук, профессор, член-корреспондент РАН, зав. лабораторией молекулярной онкологии и иммунологии, НИИ онкологии, Томский НИМЦ; ведущий научный сотрудник, лаборатория трансляционной клеточной и молекулярной биомедицины, НИ ТГУ

634009, г. Томск, пер. Кооперативный, 5, 

634050, г. Томск, пр. Ленина, 36



Список литературы

1. Williams M.J. Drosophila hemopoiesis and cellular immunity. J. Immunol. 2007; 178 (8): 4711–4716. DOI: 10.4049/jimmunol.178.8.4711.

2. Ziegler-Heitbrock L. Blood monocytes and their subsets: established features and open questions. Frontiers in Immunology. 2015; 6: 423. DOI: 10.3389/fimmu.2015.00423.

3. Wynn T.A., Chawla A., Pollard J.W. Macrophage biology in development, homeostasis and disease. Nature. 2013; 496 (7446): 445–455. DOI: 10.1038/nature12034.

4. Kzhyshkowska J., Gudima A., Moganti K., Gratchev A., Orekhov A. Perspectives for monocyte/macrophage-based diagnostics of chronic inflammation. Transfus. Med. Hemother. 2016; 43 (2): 66–77. DOI: 10.1159/000444943.

5. Mosig S., Rennert K., Krause S., Kzhyshkowska J., Neunü- bel K., Heller R., Funke H. Different functions of monocyte subsets in familial hypercholesterolemia: potential function of CD14+ CD16+ monocytes in detoxification of oxidized LDL. Fasber J. 2009; 23 (3): 866–874. DOI: 10.1096/fj.08-118240.

6. Hristov M. Weber C. Differential role of monocyte subsets in atherosclerosis. Thromb. Haemost. 2011; 106 (5): 757–762. DOI: 10.1160/TH11-07-0500.

7. Grivennikov S. and Karin M. Inflammation and oncogenesis: a vicious connection. Curr. Opin. Genet. Dev. 2010; February; 20 (1): 65. DOI: 10.1016/j.gde.2009.11.004.

8. Zitvogel L., Kepp O., Kroemer G. Immune parameters affecting the efficacy of chemotherapeutic regimens. Nat. Rev. Clin. Oncol. 2011; 8 (3): 151–160. DOI: 10.1038/nrclinonc.2010.223.

9. Таширева Л.А., Перельмутер В.М., Манских В.Н., Денисов Е.В., Савельева О.Е., Кайгородова Е.В., Завьялова М.В. Типы иммуновоспалительных реакций как алгоритмы взаимодействия клеток в условиях репаративной регенерации и опухолевого роста. Биохимия. 2017; 82 (5): 542–555. DOI: 10.1134/s0006297917050029.

10. Stakheyeva M., Riabov V., Mitrofanova I., Litviakov N., Choynzonov E., Cherdyntseva N., Kzhyshkowska J. Role of the immune component of tumor microenvironment in the efficiency of cancer treatment: perspectives for the personalized therapy. Curr. Pharm. Des. 2017; 23: 32. DOI: 10.2174/1381612823666170714161703.

11. Buldakov M., Zavyalova M., Krakhmal N., Telegina N., Vtorushin S., Mitrofanova I., Riabov V., Yin S., Song B., Cherdyntseva N., Kzhyshkowska J. CD68+, but not stabilin-1+ tumor associated macrophages in gaps of ductal tumor structures negatively correlate with the lymphatic metastasis in human breast cancer. Immunobiology. 2017; 222 (1): 31–38. DOI: 10.1016/j.imbio.2015.09.011.

12. Little M.C., Hurst R.J., Else K.J. Dynamic changes in macrophage activation and proliferation during the development and resolution of intestinal inflammation. J. Immunol. 2014; 193 (9): 4684–4695. DOI: 10.4049/jimmunol.1400502.

13. Waskow C., Liu K., Darrasse-Jeze G., Guermonprez P., Ginhoux F. The receptor tyrosine kinase Flt3 is re quired for dendritic cell development in peripheral lymphoid tissues. Nat. Immunol. 2008; 9 (6): 676–683. DOI: 10.1038/ni.1615.

14. Kabashima K., Banks T.A., Ansel K.M., Lu T.T., Ware C.F., Cyster J.G. Intrinsic lymphotoxin-β receptor requirement for homeostasis of lymphoid tissue dendritic cells. Immunity. 2005; 22 (4): 439–450. DOI: 10.1016/j.immuni.2005.02.007.

15. Iwasaki H., Akashi K. Myeloid lineage commitment from the hematopoietic stem cell. Immunity. 2007; 26 (6): 726–740. DOI: 10.1016/j.immuni.2007.06.004.

16. Lawrence T., Natoli G. Transcriptional regulation of macrophage polarization: enabling diversity with identity. Nature Reviews Immunology. 2011; 11 (11): 750–761. DOI: 10.1038/nri3088.

17. Cortez-Retamozo V., Etzrodt M., Newton A., Rauch P.J., Chudnovskiy A., Berger C., Ryan R.J., Iwamoto Y., Marinelli B., Gorbatov R., Forghani R., Novobrantseva T.I., Koteliansky V., Figueiredo J.L., Chen J.W., Anderson D.G., Nahrendorf M., Swirski F.K., Weissleder R., Pittet M.J. Origins of tumor-associated macrophages and neutrophils. Proceedings of the National Academy of Sciences. 2012; 109 (7): 2491–2496. DOI: 10.1073/pnas.1113744109.

18. Qian B.Z., Pollard J.W. Macrophage diversity enhances tumor progression and metastasis. Cell. 2010; 141 (1): 39–51. DOI: 10.1016/j.cell.2010.03.014.

19. Aharinejad S., Paulus P., Sioud M., Hofmann M., Zins K., Schäfer R., Stanley E.R., Abraham D. Colony-stimulating factor-1 blockade by antisense oligonucleotides and small interfering RNAs suppresses growth of human mammary tumor xenografts in mice. Cancer Res. 2004; 64 (15): 5378–5384. DOI: 10.1158/0008-5472.

20. Paulus P., Stanley E.R., Schafer R., Abraham D., Aharinejad S. Colony-stimulating factor-1 antibody reverses chemoresistance in human MCF-7 breast cancer xenografts. Cancer Res. 2006; 66 (8): 4349–4356. DOI: 10.1158/0008-5472.CAN-05-3523.

21. De Nardo D.G., Brennan D.J., Rexhepaj E., Ruffell B., Shiao S.L., Madden S.F., Gallagher W.M., Wadhwani N., Keil S.D., Junaid S.A., Rugo H.S., Hwang E.S., Jirstrom K., West B.L., Coussens L.M. Leukocyte complexity predicts breast cancer survival and functionally regulates response to chemotherapy. Cancer Discov. 2011; 1 (1): 54–67. DOI: 10.1158/2159-8274.CD-10-0028.

22. Schmeler K.M., Vadhan-Raj S., Ramirez P.T., Apte S.M., Cohen L., Bassett R.L., Iyer R.B., Wolf J.K., Levenback C.L., Gershenson D.M., Freedman R.S. A phase II study of GM-CSF and rIFN-gamma1b plus carboplatin for the treatment of recurrent, platinum-sensitive ovarian, fallopian tube and primary peritoneal cancer. Gynecol Oncol. 2009; 113 (2): 210–215. DOI: 10.1016/j.ygyno.2009.02.007.

23. Spitler L.E., Grossbard M.L., Ernstoff M.S., Silver G., Jacobs M., Hayes F.A., Soong S.J. Adjuvant therapy of stage III and IV malignant melanoma using granulocyte-macrophage colony-stimulating factor. J. Clin. Oncol. 2000; 18 (8): 1614–1621. DOI: 10.1200/JCO.2000.18.8.1614.

24. Pinedo H.M., Buter J., Luykx de Bakker S.A., Pohlmann P.R., van Hensbergen Y., Heideman D.A., van Diest P.J., de Gruijl T.D., van der Wall E. Extended neoadjuvant chemotherapy in locally advanced breast cancer combined with GM-CSF: effect on tumour-draining lymph node dendritic cells. Eur. J. Cancer. 2003; 39 (8): 1061– 1067. DOI: 10.1016/s0959-8049(03)00131-x.

25. Jaipersad A.S., Lip G.Y., Silverman S., Shantsila E. The Role of Monocytes in Angiogenesis and Atherosclerosis. Journal of the American College of Cardiology. 2014; 63 (1): 1–11. DOI: 10.1016/j.jacc.2013.09.019.

26. Srivastava M., Jung S., Wilhelm J., Fink L., Bьhling F., Welte T., Bohle R.M., Seeger W., Lohmeyer J., Maus U.A. The inflammatory versus constitutive trafficking of mononuclear phagocytes into the alveolar space of mice is associated with drastic changes in their gene expression profiles. J. Immunol. 2005; 175 (3): 1884–1893. DOI: 10.4049/jimmunol.175.3.1884.

27. Thomas-Ecker S., Lindecke A., Hatzmann W., Kaltschmidt C., Zänker K.S., Dittmar T. Alteration in the gene expression pattern of primary monocytes after adhesion to endothelial cells. Proceedings of the National Academy of Sciences. 2007; 104 (13): 5539–5544. DOI: 10.1073/pnas.0700732104.

28. Gerhardt T., Ley K. Monocyte trafficking across the vessel wall. Cardiovasc. Res. 2015; 107 (3): 321–330. DOI: 10.1093/cvr/cvv147.

29. Ueno T., Toi M., Saji H., Muta M., Bando H., Kuroi K., Koike M., Inadera H., Matsushima K. Significance of macrophage chemoattractant protein 1 in macrophage recruitment, angiogenesis, and survival in human breast cancer. Clin. Cancer Res. 2000; 6 (8): 3282–3289.

30. Lebrecht A., Grimm C., Lantzsch T., Ludwig E., Hefler L., Ulbrich E. Monocyte chemoattractant protein-1 serum levels in patients with breast cancer. Tumour Biol. 2004; 25 (1–2): 14–17. DOI: 10.1159/000077718.

31. Qian B.Z., Li J., Zhang H., Kitamura T., Zhang J., Campion L.R. CCL2 recruits inflammatory monocytes to facilitate breast-tumour metastasis. Nature. 2011; 475 (7355): 222–225. DOI: 10.1038/nature10138.

32. Groblewska M., Mroczko B., Wereszczyńska-Siemiatkowska U., Myśliwiec P., Kedra B., Szmitkowski M. Serum levels of granulocyte colony-stimulating factor (G-CSF) and macrophage colony-stimulating factor (M-CSF) in pancreatic cancer patients. Clin. Chem. Lab. Med. 2007; 45 (1): 30–34. DOI: 10.1515/CCLM.2007.025.

33. Mroczko B., Groblewska M., Wereszczyńska-Siemiatkowska U., Okulczyk B., Kedra B., Łaszewicz W., Dabrowski A., Szmitkowski M. Serum macrophage-colony stimulating factor levels in colorectal cancer patients correlate with lymph node metastasis and poor prognosis. Clin. Chim. Acta. 2007; 380 (1–2): 208–212. DOI: 10.1016/j.cca.2007.02.037.

34. Zhu X.D., Zhang J.B., Zhuang P.Y., Zhu H.G., Zhang W., Xiong Y.Q., Wu W.Z., Wang L., Tang Z.Y., Sun H.C. High expression of macrophage colony-stimulating factor in peritumoral liver tissue is associated with poor survival after curative resection of hepatocellular carcinoma. J. Clin. Oncol. 2008; 26 (16): 2707–2716. DOI: 10.1200/JCO.2007.15.6521.

35. Smith H.O., Anderson P.S., Kuo D.Y., Goldberg G.L., DeVictoria C.L., Boocock C.A., Jones J.G., Runowicz C.D., Stanley E.R., Pollard J.W. The role of colony-stimulating factor 1 and its receptor in the etiopathogenesis of endometrial adenocarcinoma. Clin. Cancer Res. 1995; 1 (3): 313–325.

36. Steiner J.L., Murphy E.A. Importance of chemokine (CC-motif) ligand 2 in breast cancer. The International Journal of Biological Markers. 2012; 27 (3): 179–185. DOI: 10.5301/JBM.2012.9345.

37. Pienta K.J., Machiels J.P., Schrijvers D., Alekseev B., Shkolnik M., Crabb S.J., Li S., Seetharam S., Puchalski T.A., Takimoto C., Elsayed Y., Dawkins F., de Bono J.S. Phase 2 study of carlumab (CNTO 888), a human monoclonal antibody against CC-chemokine ligand 2 (CCL2), in metastatic castration-resistant prostate cancer. Invest New Drugs. 2013; 31 (3): 760–768. DOI: 10.1007/s10637-012-9869-8.

38. Sandhu S.K., Papadopoulos K., Fong P.C., Patnaik A., Messiou C., Olmos D., Wang G., Tromp B.J., Puchalski T.A., Balkwill F., Berns B., Seetharam S., de Bono J.S., Tolcher A.W. A first-in-human, first-in-class, phase I study of carlumab (CNTO 888), a human monoclonal antibody against CC-chemokine ligand 2 in patients with solid tumors. Cancer Chemother. Pharmacol. 2013; 71 (4): 1041–1050. DOI: 10.1007/s00280-013-2099-8.

39. Brana I., Calles A., Lo Russo P.M., Yee L.K., Puchalski T.A., Seetharam S., Zhong B., de Boer C.J., Tabernero J., Calvo E. Carlumab, an anti-C-C chemokine ligand 2 monoclonal antibody, in combination with four chemotherapy regimens for the treatment of patients with solid tumors: an open-label, multicenter phase 1b study. Target Oncol. 2015; 10 (1): 111–123. DOI: 10.1007/s11523-014-0320-2.

40. Bonapace L., Coissieux M.M., Wyckoff J., Mertz K.D., Varga Z., Junt T., Bentires-Alj M. Cessation of CCL2 inhibition accelerates breast cancer metastasis by promoting angiogenesis. Nature. 2014; 515 (7525): 130–133. DOI: 10.1038/nature13862.

41. Feng A.L., Zhu J.K., Sun J.T., Yang M.X., Neckenig M.R., Wang X.W., Shao Q.Q., Song B.F., Yang Q.F., Kong B.H., Qu X. CD16+ monocytes in breast cancer patients: expanded by monocyte chemoattractant protein-1 and may be useful for early diagnosis. Clin. Exp. Immunol. 2011; 164 (1): 57– 65. DOI:10.1111/j.1365-2249.2011.04321.

42. Jiang L., Jiang S., Situ D., Lin Y., Yang H., Li Y., Long H., Zhou Z.. Prognostic value of monocyte and neutrophils to lymphocytes ratio in patients with metastatic soft tissue sarcoma. Oncotarget. 2015; 6 (11): 9542– 9550. DOI: 10.18632/oncotarget.3283.

43. Huang S.H., Waldron J.N., Milosevic M., Shen X., Ringash J., Su J., Tong L., Perez-Ordonez B., Weinreb I., Bayley A.J., Kim J., Hope A., Cho B.C., Giuliani M., Razak A., Goldstein D., Shi W., Liu F.F., Xu W., O’Sullivan B. Prognostic value of pretreatment circulating neutrophils, monocytes, and lymphocytes in oropharyngeal cancer stratified by human papillomavirus status. Cancer. 2015; 121 (4): 545–555. DOI: 10.1002/cncr.29100.

44. Passlick B., Ziegler-Heitbrock L. Identification and Characterization of a Novel Monocyte Subpopulation in Human peripheral blood. Blood. 1989; 74 (7): 2527–2534.

45. Ziegler-Heitbrock L., Ancuta P., Crowe S., Dalod M., Grau V., Hart D.N., Leenen P.J., Liu Y.J., MacPherson G., Randolph G.J., Scherberich J., Schmitz J., Shortman K., Sozzani S., Strobl H., Zembala M., Austyn J.M., Lutz M.B. Nomenclature of monocytes and dendritic cells in blood. Blood. 2010; 116 (16): 74–80. DOI: 10.1182/blood-2010-02-258558.

46. Wynn T.A., Chawla A., Pollard J.W. Macrophage biology in development, homeostasis and disease. Nature. 2013; 496 (7446): 445–455. DOI: 10.1038/nature12034.

47. Fingerle G., Pforte A., Passlick B., Blumenstein M., Strö- bel M., Ziegler-Heitbrock L. The novel subset of CD14+/ CD16+ blood monocytesis expanded in sepsis patients. Blood. 1993; 82 (10): 3170–3176.

48. Fingerle-Rowso G., Auers J., Kreuzer E., Fraunberger P., Blumenstein M., Ziegler-Heitbrock L. Expansion of CD14+CD16+monocytes in critically ill cardiac surgery patients. Inflammation. 1998; 22 (8): 367–379. DOI: 10.1023/A:1022316815196.

49. Ziegler-Heitbrock L. Monocyte subsets in man and other species. Cell Immunol. 2014; 289 (1–2): 135–139. DOI: 10.1016/j.cellimm.2014.03.019.

50. Gordon S. and Taylor P. R. Monocyte and macrophage heterogeneity. Nat. Rev. Immunol. 2005; 5 (12): 953– 964. DOI: 10.1038/nri1733.

51. Ginhoux F. and Jung S. Monocytes and macrophages: developmental pathways and tissue homeostasis. Nat. Rev. Immunol. 2014; 14 (6): 392–404. DOI: 10.1038/nri3671.

52. Cross J. Human CD14dim Monocytes Patrol and Sense Nucleic Acids and Viruses via TLR7 and TLR8 Receptors. Immunity. 2010; 33 (3): 375–386. DOI: 10.1016/j.immuni.2010.08.012.

53. Zawada A.M., Rogacev K.S., Rotter B., Winter P., Marell R.R., Fliser D., Heine G.H. SuperSAGE evidence for CD14+CD16+ monocytes as a third monocyte subset. Blood. 2011; 118 (12): 50–61. DOI: 10.1182/blood-2011-01-326827.

54. Gratchev A., Ovsiy I., Manousaridis I., Riabov V., Orekhov A., Kzhyshkowska J. Novel monocyte biomarkers of atherogenic conditions. Curr. Pharm. Des. 2013; 19 (33): 5859–5864. DOI: 10.2174/1381612811319330004.

55. Wong K.L., Tai J.J., Wong W.C., Han H., Sem X., Yeap W.H., Kourilsky P., Wong S.C. Gene expression profiling reveals the defining features of the classical, intermediate, and nonclassical human monocyte subsets. Blood. 2011; 118 (5): 16–31. DOI: 10.1182/blood-2010-12-326355.

56. Saleh M.N., Goldman S.J., Lo Buglio A.F., Beall A.C., Sabio H., McCord M.C., Minasian L., Alpaugh R.K., Weiner L.M., Munn D.H. CD16 + monocytes in patients with cancer: spontaneous elevation and pharmacologic induction by recombinant human macrophage colony-stimulating factor. Blood. 1995; 85 (10): 2910–2917.

57. Schauer D., Starlinger P., Reiter C., Jahn N., Zajc P., Buchberger E., Bachleitner-Hofmann T., Bergmann M., Stift A., Gruenberger T., Brostjan C. Intermediate monocytes but not TIE2- expressing monocytes are a sensitive diagnostic indicator for colorectal cancer. PLoS One. 2012; 7 (9): e44450. DOI: 10.1371/journal.pone.0044450.

58. Subimerb C., Pinlaor S., Lulitanond V., Khuntikeo N., Okada S., McGrath M.S., Wongkham S. Circulating CD14(+) CD16(+) monocyte levels predict tissue invasive character of cholangiocarcinoma. Clin. Exp. Immunol. 2010; 161 (3): 471–479. DOI: 10.1111/j.1365- 2249.2010.04200.

59. Hamm A., Prenen H., Van Delm W., Di Matteo M., Wenes M., Delamarre E., Schmidt T., Weitz J., Sarmiento R., Dezi A., Gasparini G., Rothé F., Schmitz R., D’Hoore A., Iserentant H., Hendlisz A., Mazzone M. Tumour-educated circulating monocytes are powerful candidate biomarkers for diagnosis and disease follow-up of colorectal cancer. Gut. 2016; 65 (6): 990–1000. DOI: 10.1136/gutjnl-2014-308988.

60. Grage-Griebenow E., Zawatzky R., Kahlert H., Brade L., Flad H., Ernst M. Identification of a novel dendritic cell-like subset of CD64+/CD16+ blood monocytes. Eur. J. Immunol. 2001; 31 (1): 48–56. DOI: 10.1002/1521-4141(200101)31:1<48::AID-IMMU48>3.0.CO;2-5

61. Turrini R., Pabois A., Xenarios I., Coukos G., Delaloye J.F., Doucey M.A. TIE-2 expressing monocytes in human cancers. Oncoimmunology. 2017; 6 (4): e1303585. DOI: 10.1080/2162402X.2017.1303585.

62. Welford A.F., Biziato D., Coffelt S.B., Nucera S., Fisher M., Pucci F., Di Serio C., Naldini L., De Palma M., Tozer G.M., Lewis C.E. TIE2-expressing macrophages limit the therapeutic efficacy of the vasculardisrupting agent combretastatin A4 phosphate in mice. J. Clin. Invest. 2011; 121 (5): 1969–1973. DOI: 10.1172/JCI44562.

63. Guex N., Crespo I., Bron S., Ifticene-Treboux A., FaesVan’t Hull E., Kharoubi S., Liechti R., Werffeli P., Ibberson M., Majo F., Nicolas M., Laurent J., Garg A., Zaman K., Lehr H.A., Stevenson B.J., Rüegg C., Coukos G., Delaloye J.F., Xenarios I., Doucey M.A. Angiogenic activity of breast cancer patients’ monocytes reverted by combined use of systems modeling and experimental approaches. PLoS Comput Biol. 2015; Mar. 13; 11 (3): e1004050. DOI: 10.1371/journal.pcbi.1004050.

64. Forget M.A., Voorhees J.L., Cole S.L., Dakhlallah D., Patterson I.L., Gross A.C., Moldovan L., Mo X., Evans R., Marsh C.B. Macrophage colony-stimulating factor augments Tie2-expressing monocyte differentiation, angiogenic function, and recruitment in a mouse model of breast cancer. PLoS One. 2014; 9 (6): e98623. DOI: 10.1371/journal.pone.0098623.

65. Ibberson M., Bron S., Guex N., Faes-van’t Hull E., Ifticene-Treboux A., Henry L., Lehr H.A., Delaloye J.F., Coukos G., Xenarios I. TIE-2 and VEGFR kinase activities drive immunosuppressive function of TIE-2-expressing monocytes in human breast tumors. Clin. Cancer. Res. 2013; 19 (13): 3439–3449. DOI: 10.1158/1078-0432.CCR-12-3181.

66. Pulaski H.L., Spahlinger G., Silva I.A., McLean K., Kueck A.S., Reynolds R.K., Coukos G., Conejo-Garcia J.R., Buckanovich R.J. Identifying alemtuzumab as an anti-myeloid cell antiangiogenic therapy for the treatment of ovarian cancer. J. Transl. Med. 2009; Jun. 19; 7 (1): 49. DOI: 10.1186/1479-5876-7-49.

67. Bron S., Henry L., Faes-van’t Hull E., Turrini R., Vanhecke D., Guex N., Ifticene-Treboux A., Iancu E.M., Semilietof A., Rufer N., Lehr H.-A., Xenarios I., Coukos G., Delaloye J.F., Doucey M.A. TIE-2-expressing monocytes are lymphangiogenic and associate specifically with lymphatics of human breast cancer. Oncoimmunology. 2016; 5 (2): e1073882. DOI: 10.1080/2162402X.2015.1073882.

68. Tsutsui S., Inoue H., Yasuda K., Suzuki K., Takeuchi H., Nishizaki T., Higashi H., Era S., Mori M. Angiopoietin-2 expression in invasive ductal carcinoma of the breast: its relationship to the VEGF expression and microvessel density. Breast Cancer Res. Treat. 2006; 98 (3): 261–266. DOI: 10.1007/s10549-005-9157-9.

69. Ji J., Zhang G., Sun B., Yuan H., Huang Y., Zhang J, Wei X., Zhang X., Hou J. The frequency of tumor-infiltrating Tie-2-expressing monocytes in renal cell carcinoma: its relationship to angiogenesis and progression. Urology. 2013; 82 (4): e9–13. DOI: 10.1016/j.urology.2013.05.026.

70. Schauer D., Starlinger P., Reiter C., Jahn N., Zajc P., Buchberger E., Bachleitner-Hofmann T., Bergmann M., Stift A., Gruenberger T., Brostjan C. Intermediate Monocytes but Not TIE2-Expressing Monocytes Are a Sensitive Diagnostic Indicator for Colorectal Cancer. PLoS One. 2012; 7 (9): e44450. DOI: 10.1371/journal.pone.0044450.

71. Gabrusiewicz K., Liu D., Cortes-Santiago N., Hossain M.B., Conrad C.A., Aldape K.D., Fuller G.N., Marini F.C., Alonso M.M., Idoate M.A., Gilbert M.R., Fueyo J., Gomez-Manzano C. Anti-vascular endothelial growth factor therapy-induced glioma invasion is associated with accumulation of Tie2-expressing monocytes. Oncotarget. 2014; 5 (8): 2208–2220. DOI: 10.18632/oncotarget.1893.

72. Venneri M.A., De Palma M., Ponzoni M., Pucci F., Scielzo C., Zonari E., Mazzieri R., Doglioni C., Naldini L. Identification of proangiogenic TIE2-expressing monocytes (TEMs) in human peripheral blood and cancer. Blood. 2007; 109 (12): 5276–5285. DOI: 10.1182/blood-2006-10-053504.

73. Goede V., Coutelle O., Shimabukuro-Vornhagen A., Holtick U., Neuneier J., Koslowsky T.C., Weihrauch M.R., von Bergwelt-Baildon M., Hacker U.T. Analysis of Tie2-expressing monocytes (TEM) in patients with colorectal cancer. Cancer Invest. 2012; 30 (3): 225–230. DOI: 10.3109/07357907.2011.636114.

74. De Palma M., Murdoch C., Venneri M.A., Naldini L., Lewis C.E. Tie2-expressing monocytes: regulation of tumor angiogenesis and therapeutic implications. Trends Immunol. 2007; 28 (12): 519–524. DOI: 10.1016/j.it.2007.09.004.

75. Sainz B.J., Carron E., Vallespinуs M., Machado H.L. Cancer stem cells and macrophages: implications in tumor biology and therapeutic strategies. Mediators Inflamm. 2016; 2016: 1–15. DOI: 10.1155/2016/9012369.

76. Gasteiger G., D’Osualdo A., Schubert D.A., Weber A., Bruscia E.M., Hartl D. Cellular Innate Immunity: An old game with new players. J. Innate Immun. 2017; 9 (2): 111–125. DOI: 10.1159/000453397.

77. Saeed S., Quintin J., Kerstens H.H., Rao N.A., Aghajanirefah A., Matarese F., Cheng S.C., Ratter J., Berentsen K., van der Ent M.A., Sharifi N., Janssen-Megens E.M., Ter Huurne M., Mandoli A., van Schaik T., Ng A., Burden F., Downes K., Frontini M., Kumar V., Giamarellos-Bourboulis E.J., Ouwehand W.H., van der Meer J.W., Joosten L.A., Wijmenga C., Martens J.H., Xavier R.J., Logie C., Netea M.G., Stunnenberg H.G. Epigenetic programming of monocyte-to-macrophage differentiation and trained innate immunity. Science. 2014; 345 (6204): 1251086. DOI: 10.1126/science.1251086.

78. Hoeksema M.A., de Winther M.P. Epigenetic regulation of monocyte and macrophage function. Antioxid Redox Signal. 2016; 25 (14): 758–774. DOI: 10.1089/ars.2016.6695.

79. Netea M.G., Joosten L.A., Latz E., Mills K.H., Natoli G., Stunnenberg H.G., O’Neill L.A., Xavier R.J. Trained immunity: A program of innate immune memory in health and disease. Science. 2016; 352 (6284): aaf1098. DOI: 10.1126/science.aaf1098.

80. Bekkering S., Joosten L.A., van der Meer J.W., Netea M.G., Riksen N.P. The epigenetic memory of monocytes and macrophages as a novel drug target in atherosclerosis. Clin. Ther. 2015; 37 (4): 914–923. DOI: 10.1016/j.clinthera.2015.01.008.

81. van Diepen J.A., Thiem K., Stienstra R., Riksen N.P., Tack C.J., Netea M.G. Diabetes propels the risk for cardiovascular disease: sweet monocytes becoming aggressive? Cell Mol. Life Sci. 2016; 73 (24): 4675–4684. DOI: 10.1007/s00018-016-2316-9.

82. Almatroodi S.A., McDonald C.F., Collins A.L., Darby I.A., Pouniotis D.S. Blood classical monocytes phenotype is not altered in primary non-small cell lung cancer. World J. Clin. Oncol. 2014; 5 (5): 1078–1087. DOI: 10.5306/wjco.v5.i5.1078.

83. Hanna R.N., Cekic C., Sag D., Tacke R., Thomas G.D., Nowyhed H., Herrley E., Rasquinha N., McArdle S., Wu R., Peluso E., Metzger D., Ichinose H., Shaked I., Chodaczek G., Biswas S.K., Hedrick C.C. Patrolling monocytes control tumor metastasis to the lung. Science. 2015; 350 (6263): 985–990. DOI: 10.1126/science.aac9407.

84. Zhang B., Cao M., He Y., Liu Y., Zhang G., Yang C., Du Y., Xu J., Hu J., Gao F. Increased circulating M2- like monocytes in patients with breast cancer. Tumour Biol. 2017; 39 (6): 1010428317711571. DOI: 10.1177/1010428317711571.

85. Adams D.L., Martin S.S., Alpaugh R.K., Charpentier M., Tsai S., Bergan R.C., Ogden I.M., Catalona W., Chumsri S., Tang C.M., Cristofanilli M. Circulating giant macrophages as a potential biomarker of solid tumors. Proceedings of the National Academy of Sciences. 2014; 111 (9): 3514–3519. DOI: 10.1073/pnas.1320198111.

86. Adams D.L., Adams D.K., Alpaugh R.K., Cristofanilli M., Martin S.S., Chumsri S., Tang C.M., Marks J.R. Circulating cancer-associated macrophage-like cells differentiate malignant breast cancer and benign breast conditions. Cancer Epidemiol. Biomarkers Prev. 2016; 25 (7): 1037– 1042. DOI: 10.1158/1055-9965.

87. Biswas S.K., Mantovani A. Macrophages: biology and role in the pathology of diseases. New York: Springer, 2014: 7–11. DOI: 10.1007/978-1-4939-1311-4.

88. Zhao L., Shao Q., Zhang Y., Zhang L., He Y., Wang L., Kong B., Qu X. Human monocytes undergo functional re-programming during differentiation to dendritic cell mediated by human extravillous trophoblasts. Sci. Rep. 2016; 6 (1): 20409. DOI: 10.1038/srep20409.

89. Baj-Krzyworzeka M., Baran J., Szatanek R., Mytar B., Siedlar M., Zembala M. Interactions of human monocytes with TMVs (tumour-derived microvesicles). Biochem. Soc. Trans. 2013; 41 (1): 268–272. DOI: 10.1042/BST20120244.

90. Dimitrov S., Shaikh F., Pruitt C., Green M., Wilson K., Beg N., Hong S. Differential TNF production by monocyte subsets under physical stress: blunted mobilization of proinflammatory monocytes in prehypertensive individuals. Brain Behav. Immun. 2013; 27 (1): 101–108. DOI: 10.1016/j.bbi.2012.10.003.

91. van Furth R., Cohn Z.A., Hirsch J.G., Humphrey J.H., Spector W.G., Langevoort H.L. Mononuclear phagocytic system: new classification of macrophages, monocytes and of their cell line. Bull World Health Organ. 1972; 47: 651–658.

92. Guilliams M., van de Laar L.. A hitchhiker’s guide to myeloid cell subsets: practical implementation of a novel mononuclear phagocyte classification system. Front. Immunol. 2015; 6. DOI: 10.3389/fimmu.2015.00406.

93. Чердынцева Н.В., Митрофанова И.В., Булдаков М.А., Стахеева М.Н., Патышева М.Р., Завьялова М.В., Кжышковска Ю.Г. Макрофаги и опухолевая прогрессия: на пути к макрофаг-специфичной терапии. юллетень сибирской медицины. 2017; 16 (4): 61–74. DOI: 10.20538/1682-0363-2017-4-61-74.

94. Wynn T.A., Chawla A., Pollard J.W. Macrophage biology in development, homeostasis and disease. Nature. 2013; 496 (7446): 445–455. DOI: 10.1038/nature12034.

95. Movahedi K., Laoui D., Gysemans C., Baeten M., Stangé G., Van den Bossche J., Mack M., Pipeleers D., In’t Veld P., e Baetselier P. Van Ginderachter J.A. Different tumor microenvironments contain functionally distinct subsets of macrophages derived from Ly6C(high) monocytes. Cancer Res. 2010; 70 (14): 5728–5739. DOI: 10.1158/0008-5472.CAN-09-4672.

96. Franklin R.A., Liao W., Sarkar A., Kim M.V., Bivona M.R., Liu K., Pamer E.G., Li M.O. The cellular and molecular origin of tumor-associated macrophages. Science. 2014; 344 (6186): 921–925. DOI: 10.1126/science.1252510.

97. Qian B.Z., Li J., Zhang H., Kitamura T., Zhang J., Campion L.R., Kaiser E.A., Snyder L.A., Pollard J.W. CCL2 recruits inflammatory monocytes to facilitate breast-tumour metastasis. Nature. 2011; 475 (7355): 222–225. DOI: 10.1038/nature10138.

98. Shand F.H., Ueha S., Otsuji M., Koid S.S., Shichino S., Tsukui T., Kosugi-Kanaya M., Abe J., Tomura M., Ziogas J., Matsushima K. Tracking of intertissue migration reveals the origins of tumor-infiltrating monocytes. Proceedings of the National Academy of Sciences. 2014; 111 (21): 7771–7776. DOI: 10.1073/pnas.1402914111.

99. Harney A.S., Arwert E.N., Entenberg D., Wang Y., Guo P., Qian B.Z., Oktay M.H., Pollard J.W., Jones J.G., Condeelis J.S. Real-time imaging reveals local, transient vascular permeability, and tumor cell intravasation stimulated by TIE2hi macrophage-derived VEGFA. Cancer Discov. 2015; 5 (9): 932–943. DOI: 10.1158/2159-8290.CD-15-0012.

100. Sawanobori Y., Ueha S., Kurachi M., Shimaoka T., Talmadge J.E., Abe J., Shono Y., Kitabatake M., Kakimi K., Mukaida N., Matsushima K. Chemokine-mediated rapid turnover of myeloid-derived suppressor cells in tumor-bearing mice. Blood. 2008; 111 (12): 5457–5466. DOI: 10.1182/blood-2008-01-136895.

101. Bögels M., Braster R., Nijland P.G., Gül N., van de Luijtgaarden W., Fijneman R.J., Meijer G.A., Jimenez C.R., Beelen R.H., van Egmond M. Carcinoma origin dictates differential skewing of monocyte function. OncoImmunology. 2012; 1 (6): 798–809. DOI: 10.4161/onci.20427.

102. Baron S., Finbloom J., Horowitz J., Bekisz J., Morrow A., Zhao T., Fey S., Schmeisser H., Balinsky C., Miyake K., Clark C., Zoon K. Near eradication of clinically relevant concentrations of human tumor cells by interferon-activated monocytes in vitro. J. Interferon. Cytokine Res. 2011; 31 (7): 569–573. DOI: 10.1089/jir.2010.0153.

103. Кжышковска Ю.Г., Митрофанова И.В., Завьялова М.В., Слонимская Е.М., Чердынцева Н.В. Опухолеассоциированные макрофаги. М.: Наука, 2017: 224.

104. Hettinger J., Richards D.M., Hansson J., Barra M.M., Joschko A.C., Krijgsveld J., Feuerer M. Origin of monocytes and macrophages in a committed progenitor. Nat. Immunl. 2013; 14 (8): 821–830. DOI: 10.1038/ni.2638.

105. Segura E., Amigorena S. Inflammatory dendritic cells in mice and humans. Trends immunol. 2013; 34 (9): 440– 445. DOI: 10.1016/j.it.2013.06.001.

106. Maeng H., Terabe M., Berzofsky J.A. Cancer vaccines: translation from mice to human clinical trials. Curr. Opin Immunol. 2018; 51: 111–122. DOI: 10.1016/j.coi.2018.03.001.

107. Kongsted P., Borch T.H., Ellebaek E., Iversen T.Z., Andersen R., Met Ö., Hansen M., Lindberg H., Sengeløv L., Svane I.M. Dendritic cell vaccination in combination with docetaxel for patients with metastatic castration-resistant prostate cancer: A randomized phase II study. Cytotherapy. 2017; 19 (4): 500–513. DOI: 10.1016/j.jcyt.2017.01.007.

108. Vuk-Pavlović S., Bulur P.A., Lin Y., Qin R., Szumlanski C.L., Zhao X., Dietz A.B. Immunosuppressive CD14+HLA-DRlow/-monocytes in prostate cancer. Prostate. 2010; 70 (4): 443–455. DOI: 10.1002/pros.21078.

109. Laborde R.R., Lin Y., Gustafson M.P., Bulur P.A., Dietz A.B. Cancer vaccines in the world of immune suppressive monocytes (CD14+HLA-DRlo/neg cells): the gateway to improved responses. Frontiers in Immunology. 2014; 5: 147. DOI: 10.3389/fimmu.2014.00147.

110. Yu J., Du W., Yan F., Wang Y., Li H., Cao S, Yu W, Shen C, Liu J, Ren X. Myeloid-derived suppressor cells suppress antitumor immune responses through IDO expression and correlate with lymph node metastasis in patients with breast cancer. J Immunol. 2013; 190 (7): 3783–3797. DOI:10.4049/jimmunol.1201449.

111. Mougiakakos D., Jitschin R., von Bahr L., Poschke I., Gary R., Sundberg B., Gerbitz A, Ljungman P, Le Blanc K. Immunosuppressive CD14+HLA-DRlow/neg IDO+ myeloid cells in patients following allogeneic hematopoietic stem cell transplantation. Leukemia. 2013; 27 (2): 377–388. DOI: 10.1038/leu.2012.215.

112. Maeda A., Kawamura T., Ueno T., Usui N., Miyagawa S. Monocytic suppressor cells derived from human peripheral blood suppress xenogenic immune reactions. Xenotransplantation. 2014; 21 (1): 46–56. DOI: 10.1111/xen.12067.

113. Poschke I., Mao Y., Adamson L., Salazar-Onfray F., Masucci G., Kiessling R. Myeloid-derived suppressor cells impair the quality of dendritic cell vaccines. Cancer Immunol. Immunother. 2012; 61 (6): 827–838. DOI: 10.1007/s00262-011-1143-y.

114. Gustafson M.P., Lin Y., New K.C., Bulur P.A., O’Neill B.P., Gastineau D.A., Dietz AB. Systemic immune suppression in glioblastoma: the interplay between CD14+HLADRlo/neg monocytes, tumor factors, and dexamethasone. Neuro Oncol. 2010; 12 (7): 631–644. DOI:10.1093/neuonc/noq001.

115. Engblom C., Pfirschke C., Pittet M.J. The role of myeloid cells in cancer therapies. Nat. Rev. Cancer. 2016; 16 (7): 447–462. DOI: 10.1038/nrc.2016.54.

116. Bonapace L., Coissieux M.M., Wyckoff J., Mertz K.D., Varga Z., Junt T., Bentires-Alj M. Cessation of CCL2 inhibition accelerates breast cancer metastasis by promoting angiogenesis. Nature. 2014; 515 (7525): 130–133. DOI: 10.1038/nature13862.

117. Germano G., Frapolli R., Belgiovine C., Anselmo A., Pesce S., Liguori M., Erba E., Uboldi S., Zucchetti M., Pasqualini F. Role of macrophage targeting in the antitumor activity of trabectedin. Cancer Cell. 2013; 23 (2): 249–262. DOI: 10.1016/j.ccr.2013.01.008.


Для цитирования:


Патышева М.Р., Стахеева М.Н., Ларионова И.В., Тарабановская Н.А., Григорьева Е.С., Слонимская Е.М., Кжышковска Ю.Г., Чердынцева Н.В. Моноциты при злокачественных новообразованиях: перспективы и точки приложения для диагностики и терапии. Бюллетень сибирской медицины. 2019;18(1):60-75. https://doi.org/10.20538/1682-0363-2019-1-60-75

For citation:


Patysheva M.R., Stakheeva M.N., Larionova I.V., Tarabanovskaya N.A., Grigorieva E.S., Slonimskaya E.M., Kzhyshkowska J.G., Cherdyntseva N.V. Monocytes and cancer: promising role as a diagnostic marker and application in therapy. Bulletin of Siberian Medicine. 2019;18(1):60-75. (In Russ.) https://doi.org/10.20538/1682-0363-2019-1-60-75

Просмотров: 2244


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 1682-0363 (Print)
ISSN 1819-3684 (Online)