Preview

Бюллетень сибирской медицины

Расширенный поиск

Молекулярно-биологические особенности анапластических астроцитом и выделение молекулярных подгрупп их IDH1-мутантных форм с помощью анализа in silico

https://doi.org/10.20538/1682-0363-2020-3-177-187

Полный текст:

Аннотация

Актуальность. Проблема анапластических астроцитом достаточно актуальна в наши дни. В классификации Всемирной организации здравоохранения выделяются анапластическая астроцитома с мутацией в генах IDH1 и IDH2, анапластическая астроцитома без мутаций в генах IDH1 и IDH2, анапластическая астроцитома без дополнительного генетического уточнения.

Целью данной работы стало кластерирование анапластических астроцитом с мутацией в гене IDH1 на основе их цитогенетического профиля для выделения прогностически значимых молекулярных подгрупп, которые могут иметь как клинико-практическое, так и фундаментально-научное значение. Проведен кластерный анализ анапластических астроцитом по их цитогенетическим профилям на основе доступных генетических баз данных опухолей и крупных когортных исследований, а также сравнение кривых  выживаемости Каплана – Мейера для различных молекулярных подгрупп пациентов.

Результаты. Нам удалось изучить основные генетические особенности межопухолевой гетерогенности анапластических астроцитом и выделить на основе цитогенетического профиля семь молекулярных подгрупп – эмбриональноподобную, инфламмоподобную, делеционную, матриксную, циклиновую, GATA3-зависимую и тирозинкиназную. При этом каждая из этих подгрупп имеет не только отличительные молекулярные характеристики, но и важные клинические особенности.

Заключение. Детальное изучение молекулярных свойств анапластических астроцитом позволит не только оптимизировать процесс прогнозирования исходов лечения, но и создать инновационные форматы для таргетной терапии в рамках концепции персонализированной медицины.

Об авторах

П. В. Никитин
Национальный медицинский исследовательский центр (НМИЦ) нейрохирургии им. акад. Н.Н. Бурденко
Россия

науч. сотрудник, лаборатория нейроморфологии и молекулярных методов исследования

Россия, 125047, г. Москва, 4-я Тверская-Ямская ул., 16



А. Ю. Беляев
Национальный медицинский исследовательский центр (НМИЦ) нейрохирургии им. акад. Н.Н. Бурденко
Россия

канд. мед. наук, врач-нейрохирург, лаборатория нейроморфологии и молекулярных методов исследования

Россия, 125047, г. Москва, 4-я Тверская-Ямская ул., 16



М. В. Рыжова
Национальный медицинский исследовательский центр (НМИЦ) нейрохирургии им. акад. Н.Н. Бурденко
Россия

д-р мед. наук, профессор, зав. лабораторией нейроморфологии и молекулярных методов
исследования

Россия, 125047, г. Москва, 4-я Тверская-Ямская ул., 16



Список литературы

1. Louis D.N., Perry A., Reifenberger G., von Deimling A., Figarella-Branger D., Cavenee W.K., Ohgaki H., Wiestler O.D., Kleihues P., Ellison D.W. The 2016 World Health Organization Classification of Tumors of the Central Nervous System: a summary. Acta Neuropathol. 2016; 131 (6): 803–820. DOI: 10.1007/s00401-016-1545-1.

2. Ostrom Q.T., Gittleman H., Liao P., Vecchione-Koval T., Wolinsky Y., Kruchko C., Barnholtz-Sloan J.S. CBTRUS Statistical Report: Primary brain and other central nervous system tumors iagnosed in the United States in 2010–2014. Neur. Oncol. 2017; 19 (1–5): v1–88. DOI: 10.1093/neuonc/nox158.

3. Кобяков Г.Л., Бекяшев А.Х., Голанов А.В., Коновалов А.Н., Насхлеташвили Д.Р., Потапов А.А., Рзаев Д.А., Рыжова М.В., Смолин А.В., Трунин Ю.Ю., Улитин А.Ю. Практические рекомендации по лекарственному лечению первичных опухолей центральной нервной системы. Злокачественные опухоли. 2017; 7 (3): 77–92.

4. Geisbrecht B.V., Gould S.J. The human PICD gene encodes a cytoplasmic and peroxisomal NADP(+)-dependent isocitrate dehydrogenase. J. Biol. Chem. 1999; 274 (43): 30527–30533.

5. Hartmann C., Hentschel B., Simon M., Westphal M., Schackert G., Tonn J.C., Loeffler M., Reifenberger G., Pietsch T., von Deimling A., Weller M.; German Glioma Network. Longterm survival in primary glioblastoma with versus without isocitrate dehydrogenase mutations. Clin. Cancer Res. 2013; 19 (18): 5146–5157. DOI: 10.1158/1078-0432.CCR-13-0017.

6. Turcan S., Rohle D., Goenka A., Walsh L.A., Fang F., Yilmaz E., Campos C., Fabius A.W., Lu C., Ward P.S., Thompson C.B., Kaufman A., Guryanova O., Levine R., Heguy A., Viale A., Morris L.G., Huse J.T., Mellinghoff I.K., Chan T.A. IDH1 mutation is sufficient to establish the glioma hypermethylator phenotype. Nature. 2012; 483 (7390): 479–483.

7. Демяшкин Г.А., Никитин П.В., Чмутин Е.Г., Дшилкашиев Б.С. Роль мутации гена IDH-1 в развитии астроцитом головного мозга и моделирование антионкогенной внутриклеточной защиты. Вестник неврологии, психиатрии и нейрохирургии. 2017; 9: 34–42.

8. Wakimoto H., Tanaka S., Curry W.T., Loebel F., Zhao D., Tateishi K., Chen J., Klofas L.K., Lelic N., Kim J.C., Dias-Santagata D., Ellisen L.W., Borger D.R., Fendt S.M., Vander Heiden M.G., Batchelor T.T., Iafrate A.J., Cahill D.P., Chi A.S. Targetable signaling pathway mutations are associated with malignant phenotype in IDH-mutant gliomas. Clin. Cancer Res. 2014; 20 (11): 2898–2909.

9. Никитин П.В., Потапов А.А., Рыжова М.В., Шурхай В.А., Куликов Е.Е., Жванский Е.С., Попов И.А., Николаев Е.Н. Роль нарушений липидного обмена, атипических изоформ протеинкиназы С и мутационного статуса цитозольной и митохондриальной форм изоцитратдегидрогеназы в канцерогенезе глиальных опухолей. Вопросы нейрохирургии имени Н.Н. Бурденко. 2018; 82 (3):112–120. DOI: 10.17116/neiro2018823112.

10. Bush N.A., Chang S.M., Berger M.S. Current and future strategies for treatment of glioma. Neurosurg. Rev. 2017; 40 (1): 1–14. DOI: 10.1007/s10143-016-0709-8.

11. Stroup D.F., Berlin J.A., Morton S.C., Olkin I., Williamson G.D., Rennie D., Moher D., Becker B.J., Sipe T.A., Thacker S.B. Meta-analysis of observational studies in epidemiology: a proposal for reporting. Meta-analysis of Observational Studies in Epidemiology (MOOSE) group. JAMA. 2000; 283 (15): 2008–2012.

12. Stang A. Critical evaluation of the Newcastle-Ottawa scale for the assessment of the quality of nonrandomized studies in meta-analyses. Eur. J. Epidemiol. 2010; 25 (9): 603–605. DOI: 10.1007/s10654-010-9491-z.

13. The Cancer Genome Atlas, National Institutes of Health, USA. https://www.cancer.gov/about-nci/organization/ccg/research/structural-genomics/tcga.

14. Cancer Genome Atlas Research Network. Comprehensive, Integrative Genomic Analysis of Diffuse Lower-Grade Gliomas. N. Engl. J. Med. 2015; 372 (26): 2481–2498. DOI: 10.1056/NEJMoa1402121.

15. Cheng D.T., Mitchell T.N., Zehir A., Shah R.H., Benayed R., Syed A., Chandramohan R., Liu Z.Y., Won H.H., Scott S.N., Brannon A.R., O‘Reilly C., Sadowska J., Casanova J., Yannes A., Hechtman J.F., Yao J., Song W., Ross D.S., Oultache A., Dogan S., Borsu L., Hameed M., Nafa K., Arcila M.E., Ladanyi M., Berger M.F. Memorial sloan kettering-integrated mutation profiling of actionable cancer targets (MSK-IMPACT): A hybridization capture-based next-generation sequencing clinical assay for solid tumor molecular oncology. J. Mol. Diagn. 2015; 17 (3): 251–264. DOI: 10.1016/j.jmoldx.2014.12.006.

16. Johnson B.E., Mazor T., Hong C., Barnes M., Aihara K., McLean C.Y., Fouse S.D., Yamamoto S., Ueda H., Tatsuno K. Asthana S., Jalbert L.E., Nelson S.J., Bollen A.W., Gustafson W.C., Charron E., Weiss W.A., Smirnov I.V., Song J.S., Olshen A.B., Cha S., Zhao Y., Moore R.A., Mungall A.J., Jones S.J.M., Hirst M., Marra M.A., Saito N., Aburatani H., Mukasa A., Berger M.S., Chang S.M., Taylor B.S., Costello J.F. Mutational analysis reveals the origin and therapy-driven evolution of recurrent glioma. Science. 2014; 343 (6167): 189–193. DOI: 10.1126/science.1239947.

17. Ceccarelli M., Barthel F.P., Malta T.M., Sabedot T.S., Salama S.R., Murray B.A., Morozova O., Newton Y., Radenbaugh A., Pagnotta S.M., Anjum S., Wang J., Manyam G., Zoppoli P., Ling S., Rao A.A., Grifford M., Cherniack A.D., Zhang H., Poisson L., Carlotti C.G. Jr., Tirapelli D.P., Rao A., Mikkelsen T., Lau C.C., Yung W.K., Rabadan R., Huse J., Brat D.J., Lehman N.L., Barnholtz-Sloan J.S., Zheng S., Hess K., Rao G., Meyerson M., Beroukhim R., Cooper L., Akbani R., Wrensch M., Haussler D., Aldape K.D., Laird P.W., Gutmann D.H.; TCGA Research Network, Noushmehr H., Iavarone A., Verhaak R.G. Molecular profiling reveals biologically discrete subsets and pathways of progression in diffuse glioma. Cell. 2016; 164 (3): 550–563. DOI: 10.1016/j.cell.2015.12.028.

18. Venteicher A.S., Tirosh I., Hebert C., Yizhak K., Neftel C., Filbin M.G., Hovestadt V., Escalante L.E., Shaw M.L., Rodman C., Gillespie S.M., Dionne D., Luo C.C., Ravichandran H., Mylvaganam R., Mount C., Onozato M.L., Nahed B.V., Wakimoto H., Curry W.T., Iafrate A.J., Rivera M.N., Frosch M.P., Golub T.R., Brastianos P.K., Getz G., Patel A.P., Monje M., Cahill D.P., Rozenblatt-Rosen O., Louis D.N., Bernstein B.E., Regev A., Suvà M.L. Decoupling genetics, lineages, and microenvironment in IDH-mutant gliomas by single-cell RNA-seq. Science. 2017; 355 (6332). DOI: 10.1126/science.aai8478.

19. Amirian E.S., Armstrong G.N., Zhou R., Lau C.C., Claus E.B., Barnholtz-Sloan J.S., Il‘yasova D., Schildkraut J., Ali-Osman F., Sadetzki S., Johansen C., Houlston R.S., Jenkins R.B., Lachance D., Olson S.H., Bernstein J.L., Merrell R.T., Wrensch M.R., Davis F.G., Lai R., Shete S., Amos C.I., Scheurer M.E., Aldape K., Alafuzoff I., Brännström T., Broholm H., Collins P., Giannini C., Rosenblum M., Tihan T., Melin B.S., Bondy M.L. The Glioma International Case-Control Study: A Report From the Genetic Epidemiology of Glioma International Consortium. Am. J. Epidemiol. 2016; 183 (2): 85–91. DOI: 10.1093/aje/kwv235.

20. Shete S., Hosking F.J., Robertson L.B., Dobbins S.E., Sanson M., Malmer B., Simon M., Marie Y., Boisselier B., Delattre J.Y., Hoang-Xuan K., El Hallani S., Idbaih A., Zelenika D., Andersson U., Henriksson R., Bergenheim A.T., Feychting M., Lönn S., Ahlbom A., Schramm J., Linnebank M., Hemminki K., Kumar R., Hepworth S.J., Price A., Armstrong G., Liu Y., Gu X., Yu R., Lau C., Schoemaker M., Muir K., Swerdlow A., Lathrop M., Bondy M., Houlston R.S. Genome-wide association study identifies five susceptibility loci for glioma. Nat. Genet. 2009; 41 (8): 899–904. DOI: 10.1038/ng.407.

21. Kinnersley B., Labussière M., Holroyd A., Di Stefano A.L., Broderick P., Vijayakrishnan J., Mokhtari K., Delattre J.Y., Gousias K., Schramm J., Schoemaker M.J., Fleming S.J., Herms S., Heilmann S., Schreiber S., Wichmann H.E., Nöthen M.M., Swerdlow A., Lathrop M., Simon M., Bondy M., Sanson M., Houlston R.S. Genome-wide association study identifies multiple susceptibility loci for glioma. Nat. Commun. 2015; 6: 8559. DOI: 10.1038/ncomms9559.

22. Rajaraman P., Melin B.S., Wang Z., McKean-Cowdin R., Michaud D.S., Wang S.S., Bondy M., Houlston R., Jenkins R.B., Wrensch M., Yeager M., Ahlbom A., Albanes D., Andersson U., Freeman L.E., Buring J.E., Butler M.A., Braganza M., Carreon T., Feychting M., Fleming S.J., Gapstur S.M., Gaziano J.M., Giles G.G., Hallmans G., Henriksson R., Hoffman-Bolton J., Inskip P.D., Johansen C., Kitahara C.M., Lathrop M., Liu C., Le Marchand L., Linet M.S., Lonn S., Peters U., Purdue M.P., Rothman N., Ruder A.M., Sanson M., Sesso H.D., Severi G., Shu X.O., Simon M., Stampfer M., Stevens V.L., Visvanathan K., White E., Wolk A., Zeleniuch-Jacquotte A., Zheng W., Decker P., Enciso-Mora V., Fridley B., Gao Y.T., Kosel M., Lachance D.H., Lau C., Rice T., Swerdlow A., Wiemels J.L., Wiencke J.K., Shete S., Xiang Y.B., Xiao Y., Hoover R.N., Fraumeni J.F. Jr., Chatterjee N., Hartge P., Chanock S.J. Genome-wide Association Study of Glioma and Meta-analysis. Hum. Genet. 2012; 131 (12): 1877–1888. DOI: 10.1007/s00439-012-1212-0.

23. Wrensch M., Jenkins R.B., Chang J.S., Yeh R.F., Xiao Y., Decker P.A., Ballman K.V., Berger M., Buckner J.C., Chang S., Giannini C., Halder C., Kollmeyer T.M., Kosel M.L., LaChance D.H., McCoy L., O‘Neill B.P., Patoka J., Pico A.R., Prados M., Quesenberry C., Rice T., Rynearson A.L., Smirnov I., Tihan T., Wiemels J., Yang P., Wiencke J.K. Variants in the CDKN2B and RTEL1 regions are associated with high-grade glioma susceptibility. Nat. Genet. 2009; 41 (8): 905–908. DOI: 10.1038/ng.408.

24. Jenkins R.B., Wrensch M.R., Johnson D., Fridley B.L., Decker P.A., Xiao Y., Kollmeyer T.M., Rynearson A.L., Fink S., Rice T., McCoy L.S., Halder C., Kosel M.L., Giannini C., Tihan T., O‘Neill B.P., Lachance D.H., Yang P., Wiemels J., Wiencke J.K. Distinct germ line polymorphisms underlie glioma morphologic heterogeneity. Cancer Genet. 2011; 204 (1): 13–18. DOI: 10.1016/j.cancergencyto.2010.10.002.

25. Song X., Zhou K., Zhao Y., Huai C., Zhao Y., Yu H., Chen Y., Chen G., Chen H., Fan W., Mao Y., Lu D. Fine mapping analysis of a region of 20q13.33 identified five independent susceptibility loci for glioma in a Chinese Han population. Carcinogenesis. 2012; 33 (5): 1065–1071. DOI: 10.1093/carcin/bgs117.

26. Richardson T.E., Snuderl M., Serrano J., Karajannis M.A., Heguy A., Oliver D., Raisanen J.M., Maher E.A., Pan E., Barnett S., Cai C., Habib A.A., Bachoo R.M., Hatanpaa K.J. Rapid progression to glioblastoma in a subset of IDH-mutated astrocytomas: a genome-wide analysis. J. Neurooncol. 2017; 133 (1): 183–192. DOI: 10.1007/s11060-017-2431-y.

27. Baietti M.F., Zhang Z., Mortier E., Melchior A., Degeest G., Geeraerts A., Ivarsson Y., Depoortere F., Coomans C., Vermeiren E., Zimmermann P., David G. Syndecan-syntenin-ALIX regulates the biogenesis of exosomes. Nat. Cell Biol. 2012; 14 (7): 677–685. DOI: 10.1038/ncb2502.

28. Conacci-Sorrell M., McFerrin L., Eisenman R.N. An overview of MYC and its interactome. Cold Spring Harb. Perspect Med. 2014; 4 (1): a014357. DOI: 10.1101/cshperspect.a014357.

29. Hill R.M., Kuijper S., Lindsey J.C., Petrie K., Schwalbe E.C., Barker K., Boult J.K., Williamson D., Ahmad Z., Hallsworth A., Ryan S.L., Poon E., Robinson S.P., Ruddle R., Raynaud F.I., Howell L., Kwok C., Joshi A., Nicholson S.L., Crosier S., Ellison D.W., Wharton S.B., Robson K., Michalski A., Hargrave D., Jacques T.S., Pizer B., Bailey S., Swartling F.J., Weiss W.A., Chesler L., Clifford S.C. Combined MYC and P53 defects emerge at medulloblastoma relapse and define rapidly progressive, therapeutically targetable disease. Cancer Cell. 2015; 27 (1): 72–84. DOI: 10.1016/j.ccell.2014.11.002.

30. Ryzhova M.V., Zheludkova O.G., Kumirova É.V., Shishkina L.V., Panina T.N., Gorelyshev S.K., Khukhlaeva E.A., Mazerkina N.A., Matuev K.B., Medvedeva O.A. Characteristics of medulloblastoma in children under age of three years. Zh. Vopr. Neirokhir. im. N.N. Burdenko. 2013; 77 (1): 3–10; discussion 11.

31. Chen R., Kim O., Li M., Xiong X., Guan J.L., Kung H.J., Chen H., Shimizu Y., Qiu Y. Regulation of the PH- domain-containing tyrosine kinase Etk by focal adhesion kinase through the FERM domain. Nat. Cell Biol. 2001; 3 (5): 439–444.

32. Ducut Sigala J.L., Bottero V., Young D.B., Shevchenko A., Mercurio F., Verma I.M. Activation of transcription factor NF-kappaB requires ELKS, an IkappaB kinase regulatory subunit. Science. 2004; 304 (5679): 1963–1967.

33. Alpay M., Backman L.R., Cheng X., Dukel M., Kim W.J., Ai L., Brown K.D. Oxidative stress shapes breast cancer phenotype through chronic activation of ATM- dependent signaling. Breast Cancer Res. Treat. 2015; 151 (1): 75–87. DOI: 10.1007/s10549-015-3368-5.

34. Lawrence T. The nuclear factor NF-kappaB pathway in inflammation. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2009; 1 (6): a001651. DOI: 10.1101/cshperspect.a001651.

35. Karin M. Nuclear factor-kappaB in cancer development and progression. Nature. 2006; 441 (7092): 431–436.

36. Chan S.W., Hong W. Retinoblastoma-binding protein 2 (Rbp2) potentiates nuclear hormone receptor-mediated transcription. J. Biol. Chem. 2001; 276 (30): 28402– 28412.

37. Ornitz D.M., Xu J., Colvin J.S., McEwen D.G., MacArthur C.A., Coulier F., Gao G., Goldfarb M. Receptor specificity of the fibroblast growth factor family. J. Biol. Chem. 1996; 271 (25): 15292–15297.

38. Lu R., Niida H., Nakanishi M. Human SAD1 kinase is involved in UV-induced DNA damage checkpoint function. J. Biol. Chem. 2004; 279 (30): 31164–31170.

39. Franchini C., Fontana F., Minuzzo M., Babbio F., Privitera E. Apoptosis promoted by up-regulation of TFPT (TCF3 fusion partner) appears p53 independent, cell type restricted and cell density influenced. Apoptosis. 2006; 11 (12): 2217–2224.

40. Millevoi S., Loulergue C., Dettwiler S., Karaa S.Z., Keller W., Antoniou M., Vagner S. An interaction between U2AF 65 and CF I(m) links the splicing and 3‘ end processing machineries. EMBO J. 2006; 25 (20): 4854–4864.

41. Lagresle-Peyrou C., Luce S., Ouchani F., Soheili T.S., Sadek H., Chouteau M., Durand A., Pic I., Majewski J., Brouzes C., Lambert N., Bohineust A., Verhoeyen E., Cosset F.L., Magerus-Chatinet A., Rieux-Laucat F., Gandemer V., Monnier D., Heijmans C., van Gijn M., Dalm V.A., Mahlaoui N., Stephan J.L., Picard C., Durandy A., Kracker S., Hivroz C., Jabado N., de Saint Basile G., Fischer A., Cavazzana M., André-Schmutz I. X-linked primary immunodeficiency associated with hemizygous mutations in the moesin (MSN) gene. J. Allergy Clin. Immunol. 2016; 138 (6): 1681–1689.e8. DOI: 10.1016/j.jaci.2016.04.032.

42. Major M.B., Camp N.D., Berndt J.D., Yi X., Goldenberg S.J., Hubbert C., Biechele T.L., Gingras A.-C., Zheng N., Maccoss M.J., Angers S., Moon R.T. Wilms tumor suppressor WTX negatively regulates WNT/beta-catenin signaling. Science. 2007; 316 (5827): 1043–1046.

43. Stott F.J., Bates S., James M.C., McConnell B.B., Starborg M., Brookes S., Palmero I., Ryan K., Hara E., Vousden K.H., Peters G. The alternative product from the human CDKN2A locus, p14(ARF), participates in a regulatory feedback loop with p53 and MDM2. EMBO J. 1998; 17 (17): 5001–5014.

44. Tsubari M., Tiihonen E., Laiho M. Cloning and characterization of p10, an alternatively spliced form of p15 cyclin-dependent kinase inhibitor. Cancer Res. 1997; 57 (14): 2966–2973.

45. Shirahata M., Ono T., Stichel D., Schrimpf D., Reuss D.E., Sahm F., Koelsche C., Wefers A., Reinhardt A., Huang K., Sievers P., Shimizu H., Nanjo H., Kobayashi Y., Miyake Y., Suzuki T., Adachi J.I., Mishima K., Sasaki A., Nishikawa R., Bewerunge-Hudler M., Ryzhova M., Absalyamova O., Golanov A., Sinn P., Platten M., Jungk C., Winkler F., Wick A., Hänggi D., Unterberg A., Pfister S.M., Jones D.T.W., van den Bent M., Hegi M., French P., Baumert B.G., Stupp R., Gorlia T., eller M., Capper D., Korshunov A., Herold-Mende C., Wick W., Louis D.N., von Deimling A. Novel, improved grading system(s) for IDH-mutant astrocytic gliomas. Acta Neuropathol. 2018; 136 (1): 153–166. DOI: 10.1007/s00401-018-1849-4.

46. Cohen H., Ben-Hamo R., Gidoni M., Yitzhaki I., Kozol R., Zilberberg A., Efroni S. Shift in GATA3 functions, and GATA3 mutations, control progression and clinical presentation in breast cancer. Breast Cancer Res. 2014; 16 (6): 464. DOI: 10.1186/s13058-014-0464-0.

47. Kaufmann I., Martin G., Friedlein A., Langen H., Keller W. Human Fip1 is a subunit of CPSF that binds to U-rich RNA elements and stimulates poly(A) polymerase. EMBO J. 2004; 23 (3): 616–626.

48. Heinrich M.C., Corless C.L., Duensing A., McGreevey L., Chen C.J., Joseph N., Singer S., Griffith D.J., Haley A., Town A., Demetri G.D., Fletcher C.D., Fletcher J.A. PDGFRA activating mutations in gastrointestinal stromal tumors. Science. 2003; 299 (5607): 708–710. DOI: 10.1126/science.1079666.

49. Sun J., Pedersen M., Rönnstrand L. The D816V mutation of c-Kit circumvents a requirement for Src family kinases in c-Kit signal transduction. J. Biol. Chem. 2009; 284.(17): 11039–11047. DOI: 10.1074/jbc.M808058200.

50. Watanabe T., Nobusawa S., Kleihues P., Ohgaki H. IDH1 mutations are early events in the development of astrocytomas and oligodendrogliomas. Am. J. Pathol. 2009; 174 (4): 1149–1153. DOI: 10.2353/ajpath.2009.080958.

51. Pathania M., De Jay N., Maestro N., Harutyunyan A.S., Nitarska J., Pahlavan P., Henderson S., Mikael L.G., Richard-Londt A., Zhang Y., Costa J.R., Hébert S., Khazaei S., Ibrahim N.S., Herrero J., Riccio A., Albrecht S., Ketteler R., Brandner S., Kleinman C.L., Jabado N., Salomoni P. H3.3K27M Cooperates with Trp53 Loss and PDGFRA gain in mouse embryonic neural progenitor cells to induce invasive high-grade gliomas. Cancer Cell. 2017; 32 (5): 684–700.e9. DOI: 10.1016/j.ccell.2017.09.014.


Для цитирования:


Никитин П.В., Беляев А.Ю., Рыжова М.В. Молекулярно-биологические особенности анапластических астроцитом и выделение молекулярных подгрупп их IDH1-мутантных форм с помощью анализа in silico. Бюллетень сибирской медицины. 2020;19(3):177-187. https://doi.org/10.20538/1682-0363-2020-3-177-187

For citation:


Nikitin P.V., Belyaev A.Yu., Ryzhov M.V. Molecular characteristics of anaplastic astrocytomas and isolation of molecular subgroups of their IDH1 mutant forms using in silico analysis. Bulletin of Siberian Medicine. 2020;19(3):177-187. https://doi.org/10.20538/1682-0363-2020-3-177-187

Просмотров: 55


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 1682-0363 (Print)
ISSN 1819-3684 (Online)